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La duplication et la ségrégation des chromosomes sont les deux évènements clés de la division cellulaire. Toute erreur dans l’un ou l’autre de ces processus peut déstabiliser le génome et promouvoir la cancérisation. La réplication des chromosomes eucaryotes est initiée à partir d’origines nombreuses, qui sont formées en phase G1 puis activées au cours de la phase S du cycle cellulaire selon des programmes spatio-temporelsprédéfinis. Nous employons la levure S. cerevisiae et les fibroblastes embryonnaires murins comme organismes modèles complémentaires pour comprendre comment ces programmes sont spécifiés et pour déterminer leur fonction. Ils participent à la structure, la cohésion, la ségrégation et la stabilité des chromosomes ainsi qu’à l’expression des gènes.

La duplication rapide et complète des grands génomes eucaryotes est possible grâce à l’activation séquentielle de nombreuses origines de réplication (330 chez la levure, >10 000 chez les métazoaires). Ces origines résident dans des endroits précis des chromosomes et sont activées au cours de la phase S selon des programmes propres à chaque type cellulaire. Ces origines sont spécifiées, c’est à dire, assemblent un complexe pré-réplicatif (preRC), pendant la phase G1 du cycle cellulaire, selon un processus inhibé par l’activité des kinases cycline-dépendantes (CDKs). Nous avons montré que l’inhibiteur de CDK Sic1 (l’orthologue de p27 Kip1 chez la levure) joue un rôle essentiel, en empêchant l’activation précoce des CDKs, dans la formation des origines de réplication en fin de G1. En l’absence de Sic1, la réplication démarre à partir d’un nombre restreint d’origines, la phase S est allongée, provoquant des cassures et remaniements chromosomiques lors de la mitose.

Nos travaux actuels visent à comprendre pourquoi l’inactivation de Sic1, ou toute autre situation modifiant l’utilisation des origines, engendre une telle instabilité génomique. Nous voulons réévaluer le dogme stipulant que les cellules ne peuvent pas entrer en mitose tant que la réplication n’est pas achevée. Pour cela, nous modifions le contrôle temporel et/ou la durée de la phase S, et utilisons divers cribles génétiques chez la levure. Nous analysons également des lignées cellulaires transformées ou tumorales afin de déterminer si des modifications de la dynamique de réplication des chromosomes pourraient précéder et être la cause de leur instabilité caryotypique.

Un aspect important de nos travaux concerne le développement de techniques d’analyse de la réplication sur molécules individuelles d’ADN. Ceci est motivé par le caractère partiellement stochastique et flexible (malléable) de l’activation des origines de réplication, une propriété généralement masquée par les analyses réalisées sur des populations cellulaires. Pour déterminer comment les origines sont choisies et distribuées au sein d’une seule et même cellule, l’ADN néosynthétisé est marqué in vivo par incorporation de BrdU, puis les chromosomes sont étalés sur lames de verre par la technique du peignage moléculaire de l’ADN. Nous pouvons ainsi analyser, avec une finesse inégalée, la dynamique de réplication des chromosomes de façon locale ou globale, et décortiquer sa régulation génétique et épigénétique par l’analyse comparée de mutants ou de conditions expérimentales.